РАЗРАБОТКА НАБОРА ПРАЙМЕРОВ ДЛЯ ДИАГНОСТИКИ ОФИОСТОМОВЫХ ГРИБОВ, АССОЦИИРОВАННЫХ С ПРОЦЕССАМИ УСЫХАНИЯ ДУБА ЧЕРЕШЧАТОГО

УДК 577.212:632.4

  • Баранов Олег Юрьевич − доктор биологических наук, доцент, академик-секретарь Отделения биологических наук. Национальная академия наук Беларуси (220072, г. Минск, пр-т Независимости, 66, Республика Беларусь); профессор кафедры лесозащиты и древесиноведения. Белорусский государственный технологический университет (220006, г. Минск, ул. Свердлова, 13а, Республика Беларусь). E-mail: betula-belarus@mail.ru

  • Иващенко Любовь Олеговна − младший научный сотрудник кафедры лесозащиты и древесиноведения. Белорусский государственный технологический университет (220006, г. Минск, ул. Свердлова, 13а, Республика Беларусь). E-mail: lyba281997@mail.ru

DOI: https://doi.org/10.52065/2519-402X-2023-264-05

Ключевые слова: офиостомовые грибы, Q. robur, праймер, усыхание, ПЦР.

Для цитирования: Баранов О. Ю., Иващенко Л. О. Разработка набора праймеров для диагностики офиостомовых грибов, ассоциированных с процессами усыхания дуба черешчатого // Труды БГТУ. Сер. 1, Лесное хоз-во, природопользование и перераб. возобновляемых ресурсов. 2023. № 1 (264). С. 41–48. DOI: https://doi.org/10.52065/2519-402X-2023-264-05.

Аннотация

Полимеразная цепная реакция (ПЦР) – технология, основанная на ферментативной амплификации матрицы ДНК в условиях in vitro, которая используется для быстрого обнаружения, характеристики и идентификации различных биологических организмов. Одним из наиболее важных этапов при проведении ПЦР-анализа является разработка праймеров, позволяющих наиболее точно диагностировать изучаемый объект. В данной статье описана технология разработки олигонуклеотидных праймеров, специфичных для фитопатогенных грибов семейства Ophiostomataceae Nannf., ассоциированных с поражением сосудистой системы дуба черешчатого Quercus robur L. В основу подхода положено использование родоспецифичных участков ДНК для создания последовательностей олигонуклеотидов.

Скачать

Список литературы

  1. Ragazzi A., Vagniluca S., Moricca S. European expansion of oak decline, involved microorganisms and methodological approaches // Phytopathol. Mediterr. 1995. Vol. 34. P. 207–226.
  2. Oak Decline Caused by Biotic and Abiotic Factors in Central Europe: A Case Study from the Czech Republic / M. Machacova [et al.] // Forests. 2022. Vol. 13 (8). P. 1223. DOI:10.3390/f13081223.
  3. Обзор лесопатологического и санитарного состояния лесного фонда Республики Беларусь за 2021 год и прогноз развития патологических процессов в 2022 году / М-во лесного хоз. Респ. Беларусь, Беллесозащита. Ждановичи, 2022. 84 с.
  4. Федоров Н. И. Лесная фитопатология. Минск: БГТУ, 2004. 462 с.
  5. Harrington T. C. Biology and taxonomy of fungi associated with bark beetles // Beetle-pathogen interactions in conifer forests. 1993. Vol. 25. P. 37–58.
  6. The unified framework for biological invasions: a forest fungal pathogen perspective / M. J. Wingfield [et al.] // Biological Invasions. 2017. Vol. 19 (11). P. 3201–3214. DOI:10.1007/s10530-017-1450-0.
  7. Gibbs J. N. The biology of ophiostomatoid fungi causing sapstain in trees and freshly cut logs // Ceratocystis and Ophiostoma. Taxonomy, ecology, and pathogenicity. 1993. Vol. 474. P. 153–160.
  8. A diverse assemblage of Ophiostoma species, including two new taxa on eucalypt trees in South Africa / G. Kamgan Nkuekam [et al.] // Mycological progress. 2012. Vol. 11 (2). P. 515–533. DOI:10.1007/s11557-011-0767-9.
  9. Four new Ophiostoma species associated with conifer-and hardwood-infesting bark and ambrosia beetles from the Czech Republic and Poland / R. Jankowiak [et al.] // Antonie van Leeuwenhoek. 2019. Vol. 112 (10). P. 1501–1521. DOI:10.1007/s10482-019-01277-5.
  10. Three new species of Ophiostomatales from Nothofagus in Patagonia / A. de Errasti [et al.] // Mycological Progress. 2016. Vol. 15 (2). P. 1–15. DOI:10.1007/s11557-016-1158-z.
  11. Early detection and identification of the main fungal pathogens for resistance evaluation of new genotypes of forest trees / K. A. Shestibratov [et al.] // Forests. 2018. Vol. 9 (12). P. 732–740. DOI:10.3390/f9120732.
  12. Ma Z., Michailides T. J. Approaches for eliminating PCR inhibitors and designing PCR primers for the detection of phytopathogenic fungi // Crop Protection. 2007. Vol. 26 (2). P. 145–161. DOI:10.1016/j.cropro.2006.04.014.
  13. Dieffenbach C. W., Lowe T. M., Dveksler G. S. General concepts for PCR primer design // PCR methods appl. 1993. Vol. 3 (3). P. 30–37. DOI:10.1101/gr.3.3.30/S.
  14. Использование ПДАФ-маркеров для метагеномного анализа микробиомов насекомыхвредителей лиственных пород Беларуси / А. В. Падутов [и др.] // Современные проблемы лесозащиты и пути их решения: материалы II Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 95-летию со дня рождения проф. Николая Ильича Федорова и 90-летию каф. лесозащиты и древесиноведения, Минск, 30 нояб. – 4 дек. 2020 г.; под ред. В. Б. Звягинцева, М. О. Середич. Минск, 2020. С. 198–201.
  15. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics / T. J. White [et al.] // PCR protocols: a guide to methods and applications. 1990. Vol. 18 (1). P. 315–322.
  16. Ophiostomatoid fungi and their roles in Quercus robur dieback in Tellermann forest, Russia / N. N. Selochnik [et al.] // Silva Fenn. 2015. Vol. 49 (5). P. 16. DOI:10.14214/sf.1328.
  17. Ophiostoma dentifundum sp. nov. from oak in Europe, characterized using molecular phylogenetic data and morphology / D. N. Aghayeva [et al.] // Mycological Research. 2005. Vol. 109 (10). P. 1127–1136. DOI:10.1017/S0953756205003710.
  18. Halmschlager E., Kowalski T. Sporothrix inflata, a root-inhabiting fungus of Quercus robur and Q. petraea // Mycological Progress. 2003. Vol. 2 (4). P. 259–266. DOI:10.1007/s11557-006-0063-2.
  19. Ophiostoma quercus: An unusually diverse and globally widespread tree-infecting fungus / S. J. Taerum [et al.] // Fungal biology. 2018. Vol. 122 (9). P. 900–910. DOI:10.1016/j.funbio.2018.05.005.
  20. Four new Ophiostoma species associated with hardwood-infesting bark beetles in Norway and Poland / T. Aas [et al.] // Fungal biology. 2018. Vol. 122 (12). P. 1142–1158. DOI:10.1016/j.funbio.2018.08.001.
  21. Gebhardt H., Kirschner R., Oberwinkler F. A new Ophiostoma species isolated from the ambrosia beetle Xyleborus dryographus (Coleoptera: Scolytidae) // Mycological Progress. 2002. Vol. 1 (4). P. 377–382. DOI:10.1007/s11557-006-0034-7.
  22. Abd-Elsalam K. A. Bioinformatic tools and guideline for PCR primer design // African Journal of biotechnology. 2003. Vol. 2. (5). P. 91–95. DOI:10.5897/AJB2003.000-1019.
  23. Achyar A., Atifah Y., Putri D. H. In silico study of developing a method for detecting pathogenic bacteria in refillable drinking water samples // Journal of Physics: Conference Series. 2021. Vol. 1940 (1). P. 012061. DOI:10.1088/1742-6596/1940/1/012061.
Поступила 22.10.2022