ПОИСК СЕЛЕКТИВНЫХ МАРКЕРОВ, АССОЦИИРОВАННЫХ С АНОМАЛЬНЫМ КСИЛОГЕНЕЗОМ КАРЕЛЬСКОЙ БЕРЕЗЫ (BETULA PENDULA ROTH. VAR. CARELICA MERKL.), С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ВЫСОКОПРОИЗВОДИТЕЛЬНОГО СЕКВЕНИРОВАНИЯ

УДК 577.2:575:582.632.1(4-11)

  • Кирьянов Павел Сергеевич – кандмладший научный сотрудник. Институт леса Национальной академии наук Беларуси (246050, г. Гомель, ул. Пролетарская, 71, Республика Беларусь). E-mail: PKirjanov@yandex.ru

Ключевые слова: карельская береза, береза повислая, высокопроизводительное секвенирование.

Для цитирования: Кирьянов, П. С. Поиск селективных маркеров, ассоциированных с аномальным ксилогенезом карельской березы (Betula pendula Roth. var. carelica Merkl.), с использованием высокопроизводительного секвенирования / П. С. Кирьянов // Труды БГТУ. Сер. 1, Лесное хозяйство, природопользование и переработка возобновляемых ресурсов. - Минск : БГТУ, 2020. - № 2 (234). - С. 79-85.

Аннотация

Объектами молекулярно-генетических исследований явились индивиды березы повислой (Betula pendula Roth.) и карельской березы (Betula pendula Roth. var. carelica Merkl.). Экспериментальный материал в виде клеток камбиальной ткани узорчатых и безузорчатых форм берез по отдельности был собран с различных участков (узлы и междоузлия) ствола деревьев. С использованием технологии высокопроизводительного секвенирования для каждого растения получены индивидуальные транскриптомные профили. Произведено выравнивание, сборка и аннотация контигов транскриптомных профилей берез, а также первичная обработка полученной информации. В результате проведенного исследования идентифицированы гены, ассоциированные с пролиферацией клеток камбиальной зоны (CesA, PIN1, ATHB-15, ARF6, ARF18, EBP1, TDR), а также наследственные детерминанты, контролирующие углеводный обмен (SUS, SWEET, DPE2). Аннотированные транскрибируемые последовательности являются перспективными ДНК-маркерами, которые могут быть использованы при проведении селекционных мероприятий, направленных на получение высокоузорчатых форм карельской березы. Для всех идентифицированных генетических маркеров разработаны наборы олигонуклеотидных праймеров, которые будут в дальнейшем использоваться для оценки уровня экспрессии селективных локусов карельской березы методом полимеразной цепной реакции в реальном времени.

Скачать

Список литературы

  1. Fukuda H. Xylogenesis: initiation, progression, and cell death // Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant. Mol. Biol. 1996. Vol. 47. P. 299–325. DOI: 10.1146/annurev.arplant.47.1.299.
  2. Menard D., Serk H., Decou R., Pesquet E. Establishment and utilization of habituated cell suspension cultures for hormone-inducible xylogenesis // Methods in Molecular Biology. 2017. Vol. 1544. P. 37–57. DOI: 10.1007/978-1-4939-6722-3_4.
  3. Dziedzic J. A., McDonald A. G. Mass spectrometry data for in vitro protein profiles in early and late stages of Douglas-fir xylogenesis // Data in Brief. 2016. Vol. 7. P. 1048–1051.
  4. Новицкая Л. Л. Механизмы регуляции развития тканей ствола древесных растений на примере карельской березы // Труды Карельского научного центра РАН. 2003. Вып. 5. С. 74–84.
  5. Баранов О. Ю., Кирьянов П. С., Пантелеев С. В., Можаровская Л. В., Падутов А. В., Разумова О. А., Падутов В. Е. Анализ структурно-функциональной организации хлоропластного генома карельской березы на основании данных высокопроизводительного секвенирования // Докл. Нац. акад. наук Беларуси. 2019. Т. 63, № 3. С. 312–316. DOI: 10.29235/1561-8323-2019-63-3-312-316.
  6. Мощенская Ю. Л., Галибина Н. А., Топчиева Л. В., Новицкая Л. Л. Экспрессия генов, кодирующих изоформы сахарозосинтазы, в ходе аномального ксилогенеза карельской березы // Физиология растений. 2017. Т. 64, № 4. С. 301–310.
  7. Галибина Н. А., Новицкая Л. Л., Красавина М. С., Мощенская Ю. Л. Активность инвертазы в тканях ствола карельской березы // Физиология растений. 2015. Т. 62, № 6. С. 804–813.
  8. Lopez-Bucio J., Hernandez-Abreu E., Sanchez-Calderon L., Perez-Torres A., Rampey R. A., Bartel B., Herrera-Estrella L. An auxin transport independent pathway is involved in phosphate stress-induced root architectural alterations in arabidopsis. Identification of BIG as a mediator o auxin in pericycle cell activation // Plant Physiology. 2005. Vol. 137. P. 681–691. DOI: 10.1104/pp.104.049577.
  9. Marhavy P., Bielach A., Abas L., Abuzeineh A., Duclercq J., Tanaka H., Parezova M., Petrasek J., Friml J., Kleine-Vehn J., Benkova E. Cytokinin modulates endocytic trafficking of PIN1 auxin efflux carrier to control plant organogenesis // Developmental Cell. 2011. Vol. 21, No. 4. P. 796–804. DOI:10.1016/j.devcel.2011.08.014.
  10. Tabata R., Ikezaki M., Fujibe T., Aida M., Tian C., Ueno Y., Yamamoto K. T., Machida Y., Nakamura K., Ishiguro S. Arabidopsis auxin response factor6 and 8 regulate jasmonic acid biosynthesis and floral organ development via repression of class 1 KNOX genes // Plant and Cell Physiology. 2009. Vol. 51, No. 1. P. 164–175. DOI:10.1093/pcp/pcp176.
  11. Arase F., Nishitani H., Egusa, M., Nishimoto N., Sakurai S., Sakamoto N., Kaminaka H. IAA8 involved in lateral root formation interacts with the TIR1 auxin receptor and ARF transcription factors in Arabidopsis // PLoS ONE. 2012. Vol. 7, No. 8. e43414. DOI:10.1371/journal.pone.0043414.
  12. Saleme M. de L. S., Cesarino I., Vargas L., Kim H., Vanholme R., Goeminne G., Acker R., Fonseca F. C., Pallidis A., Voorend W., Nicomedes J., Padmakshan D., Doorsseleare J., Ralph J., Boerjan W. Silencing caffeoyl shikimate esterase affects lignification and improves saccharification in Poplar // Plant Physiology. 2017. Vol. 175, No. 3. P. 1040–1057. DOI:10.1104/pp.17.00920.
  13. Halpin C., Knight M. E., Foxon G. A., Campbell M. M., Boudet A. M., Boon J. J., Сhabbert B., Tollier M., Schuch W. Manipulation of lignin quality by downregulation of cinnamyl alcohol dehydrogenase // The Plant Journal. 1994. Vol. 6, No. 3. P. 339–350. DOI:10.1046/j.1365-313x.1994.06030339.x.
  14. Trabucco G. M., Matos D. A., Lee S. J., Saathoff A. J., Priest H. D., Mockler T. C., Sarath G., Hazen S. P. Functional characterization of cinnamyl alcohol dehydrogenase and caffeic acid O-methyltransferase in Brachypodium distachyon // BMC Biotechnology. 2013. Vol. 13. P. 2–18. DOI:10.1186/-1472-6750-13-61.
  15. Taylor N. G., Laurie S., Turner S. R., Multiple cellulose synthase catalytic subunits are required for cellulose synthesis in Arabidopsis // The plant cell. 2000. Vol. 12, No. 12. P. 2529–2540. DOI:10.1105/tpc.12.12.2529.
  16. Sterling J. D., Atmodjo M. A., Inwood S. E., Kumar Kolli V. S., Quigley H. F., Hahn M. G., Mohnen D. Functional identification of an Arabidopsis pectin biosynthetic homogalacturonan galacturonosyltransferase // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2006. Vol. 103, No. 13. P. 5236–5241. DOI:10.1073/pnas.0600120103.
  17. Liwanag A. J. M., Ebert B., Verhertbruggen Y., Rennie E. A., Rautengarten C., Oikawa A., Andersen M. C. F., Clausen M. H., Scheller H. V. Pectin Biosynthesis: GALS1 in Arabidopsis thaliana Is a β-1,4-Galactan β-1,4-Galactosyltransferase // The Plant Cell. 2012. Vol. 24, No. 12. P. 5024–5036. DOI:10.1105/tpc.112.106625.
  18. Мощенская Ю. Л., Галибина Н. А., Никерова К. М., Новицкая Л. Л. Активность ферментов диссимиляции сахарозы в раннем онтогенезе разных форм березы повислой // Труды Карельского научного центра РАН. 2016. No. 11. С. 78–87. DOI: 10.17076/eb461.
  19. Filyushin M. A., Kochieva E. Z., Shchennikova A. V., Beletsky A. V., Mardanov A. V., Ravin N. V., Skryabin, K. G. SWEET uniporter gene family expression profile in the pitcher development in the carnivorous plant Nepenthes sp. // Russian Journal of Genetics. 2019. Vol. 55, No. 6. P. 692–700.
  20. Smirnova J., Fernie A. R., Spahn C. M. T., Steup M. Photometric assay of maltose and maltoseforming enzyme activity by using 4-alpha-glucanotransferase (DPE2) from higher plants // Analytical Biochemistry. 2017. Vol. 532. P. 72–82. DOI:10.1016/j.ab.2017.05.026.
  21. Plaxton W. C. The organization and regulation of plant glycolysis // Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 1996. Vol. 47, No. 1. P. 185–214. DOI: 10.1146/annurev.arplant.47.1.185.
  22. Wang T., Sui Z., Liu X., Li Y., Li H., Xing J., Song F., Zhang Y., Sun Q., Ni Z. Ectopic expression of a maize hybrid up-regulated gene, ErbB-3 binding Protein 1 (ZmEBP1), increases organ size by promoting cell proliferation in Arabidopsis // Plant Science. 2016. Vol. 243. P. 23–34.
  23. Ohashi-Ito K., Fukuda H. HD-Zip III Homeobox genes that include a novel member, ZeHB-13 (Zinnia)/ATHB-15 (Arabidopsis), are involved in procambium and xylem cell differentiation // Plant and Cell Physiology. 2003. Vol. 44, No. 12. P. 1350–1358. DOI: 10.1093/pcp/pcg164.
  24. Atkinson R. G., Johnston S. L., Yauk Y. K., Sharma N. N., Schröder R. Analysis of xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) gene families in kiwifruit and apple // Postharvest Biology and Technology. 2009. Vol. 51, No. 2. P. 149–157. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2008.06.014.
  25. Liu P.-L., Du L., Huang Y., Gao S.-M., Yu M. Origin and diversification of leucine-rich repeat receptor-like protein kinase (LRR-RLK) genes in plants // BMC Evolutionary Biology. 2017. Vol. 17. P. 2–16. DOI:10.1186/s12862-017-0891-5.
  26. Zhang, Y., Yang, J., Showalter, A. M. AtAGP18, a lysine-rich arabinogalactan protein in Arabidopsis thaliana, functions in plant growth and development as a putative co-receptor for signal transduction // Plant Signaling & Behavior. 2001. Vol. 6, No. 6. P. 855–857. DOI:10.4161/psb.6.6.15204.